The Relationship between LvCTL1 and WSSV Replication
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摘要: C型凝集素(CTL)是一类重要的先天性免疫因子，在对虾机体的免疫防御中具有重要的作用.该研究利用相对定量PCR实验检测基因表达量、绝对定量PCR实验检测病毒拷贝数、组织切片分析实验检测感染病毒细胞数.实验数据显示：WSSV感染能显著上调LvCTL1的表达；WSSV感染的LvCTL1敲降的凡纳滨对虾中，膜囊蛋白VP28表达量、病毒拷贝数和胃上皮细胞中的感染细胞数都显著高于注射dsEGFP对照组.研究结果表明：WSSV感染后，机体通过上调LvCTL1表达来抑制WSSV复制.Abstract: C-type lectin (CTL) is an important innate immune factor that plays an important role in the immune defense of prawns. The gene expression was detected with relative quantitative PCR, the virus number was detected with absolute quantitative PCR, and the number of infected cells was detected with histology analysis. The data showed that the expression of LvCTL1 was significantly upregulated with WSSV challenge; the expression of WSSV envelope protein VP28, virus loads and the number of infected cells of stomach epithelium in LvCTL1 knockdown prawns upon WSSV infection were significantly higher than those under the dsEGFP control. These results indicated that LvCTL1 expression was significantly activated with WSSV challenge and played a role in WSSV replication inhibition.
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Keywords:
- C-type lectin /
- WSSV /
- Litopenaeus vannamei
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植物激素脱落酸(ABA)在植物生命周期的各种生理过程中起着至关重要的作用，包括种子休眠、发芽和对环境胁迫条件的适应性反应[1-2]. 当植物面临干旱、盐、渗透等胁迫时，植物体内的ABA快速增加，调节植物体内的稳态. 植物中ABA水平取决于其生物合成、分解、运输、转化、贮存和利用，其中无生理活性的结合型ABA葡萄糖酸酯(ABA-GE)水解成具有生理活性的游离型ABA也至关重要，关系到ABA对植物生长发育的调节. 这个步骤由植物的ABA特异性β-葡萄糖苷酶(简称BG或BGLU)将无活性的ABA-GE水解后形成活性的ABA[3]. 目前，在拟南芥中发现4个β-葡萄糖苷酶(AtBG1、AtBG2、BGLU10、BGLU18)都能催化ABA-GE转变成ABA[4-5]. 玉米基因组中具有26个编码β-葡萄糖苷酶的基因，信号肽的分析显示它们分别定位于质体、线粒体、胞质和液泡[6].
β-葡萄糖苷酶参与植物对胁迫的快速响应，通过提高ABA质量分数可提高植物对非生物胁迫的耐受性. 有报道指出： bglu18拟南芥突变体延迟了脱水诱导的ABA积累[5]. 水稻 Os3BGlu6可以在体外将ABA-GE水解为ABA，水稻缺失 Os3BGlu6的突变体植株矮小，叶片ABA质量分数和光合作用速率降低导致水稻抗旱性下降[7]. 过表达 BG1匍匐翦股颖ABA水平积累高，导致植株矮生并提高了干旱存活率[8]. AtBG1通过其对气孔发育的负调控来确保正常的气孔密度，还可以快速形成活性ABA以适应水分亏缺[9].
课题组的前期工作发现：在花生响应干旱胁迫时，有6个β-葡萄糖苷酶家族基因的表达水平显著提高，对维持ABA稳态发挥作用[10]，但具体机制尚不清楚. 本文根据花生响应干旱的转录组结果，从花生中克隆了BG基因(命名为AhBG1)，将其在拟南芥异源表达，研究其对ABA敏感性和抗旱性的影响，为认识AhBG1的功能提供依据.
1. 材料与方法
1.1 拟南芥培养
在超净工作台中用75%乙醇处理拟南芥种子40 s，再用无水乙醇处理2次，每次40 s，转移到含有1/2 MS固体培养基上. 在4 ℃避光层积处理2 d后，置于光下培养7 d. 待幼苗长出后移栽到高温灭菌的泥炭土生长.
1.2 序列分析及预测
基于NCBI的Blast和GenBank(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST)对cDNA和其编码氨基酸序列进行了分析. 使用TMHMM 2.0对二级结构进行预测(http://www.cbs.dtu.dk/services/)，用SignalP 4.1 server分析信号肽.
1.3 AhBG1蛋白的亚细胞定位观察
取约10片未抽薹的拟南芥嫩叶片，酶解法提取原生质体，将重组质粒瞬时转入原生质体，在拟南芥室温23 ℃避光孵育13~24 h，然后用激光共聚焦显微镜Leica LSM Image Browser 3.2 program(Leica Corporation, Germany)进行拍照观察.
1.4 ABA质量分数的测定
用HPLC仪(日本岛津Shimadzu LC-6A)测定，以Sigma公司ABA样品为标准品，用10 μL ABA样品注入Kromasil C18柱，设置柱温为35 ℃，流动相为V(甲醇) ∶ V(1%乙酸)=45 ∶ 55，流速1 mL/min. 检测器Waters 486 detector，检测波长为252 nm. 绘制ABA标准曲线. 取同一叶位的叶片0.3 g，采用同样的参数根据峰面积计算出样品每克干质量的内源ABA的质量分数.
1.5 ABA敏感性分析
参照GE等[11]方法. 将Col-0野生型和AhBG1过表达拟南芥株系种子分别铺板于含有不同ABA浓度的1/2 MS培养基，层积处理2 d后置于光下培养，统计萌发率. 光下培养8 d后观察不同浓度ABA的平板上子叶生长状况，统计子叶变绿率.
1.6 拟南芥幼苗干旱存活率统计
将Col-0野生型和过表达AhBG1拟南芥植株正常培养至3周龄后停止供水21 d，再复水培养7 d，观察并分析拟南芥幼苗的生长状态并统计存活率.
1.7 叶片失水率分析
取正常生长条件下培养3周龄的拟南芥莲座叶放于培养皿，置于光照培养箱(28 ℃，60%相对湿度)中, 每隔30 min称量叶片质量(m)，计算叶片失水率. 计算公式如下：
叶片失水率(%)=(m0−mt)/m0×100%, 其中，m0为叶片放进培养箱时的质量，mt为t min后叶片的质量.
1.8 数据分析
所有实验重复3次，用均数±标准差表示，使用SPSS18.0统计软件进行方差分析(ANOVA)，P < 0.05表示差异有统计学意义. 使用Microcal Origin 7.5软件作图.
1.9 基因表达检测
提取拟南芥RNA，用PrimeScriptTM one step RT-PCR kit试剂盒反转得到cDNA. 根据已知的基因序列，设计RealTime PCR引物(表 1)，按照TaKaRa公司的SYBR Premix Ex TaqTM Ⅱ说明书进行Real Time PCR. PCR反应条件为：95 ℃ 30 s，1个循环；95 ℃ 5 s，60 ℃ 34 s (退火温度取决于不同引物的最适反应温度)，共50个循环. 利用2-ΔΔCT方法分析基因的相对表达量.
表 1 相关基因表达所用的引物Table 1. The primers for related gene expression基因 引物序列(5′→3′) actin F: GGTAACATTGTGCTCAGTGGTGG R: AACGACCTTAATCTTCATGCTGC AtAREB1 F: TGGTGGTCTTGTGGGACTTGG R: CCATTACTCTTCCCTATCCCTTC AtRD29A F: AAAGCAATGAGCATGAGCAAG R: AATCGGAAGACACGACAGGAA AtCYP707A1 F: AGCGACGGGATTCAGTATGGG R: AAAGGCAATTCTGTCATTCTAC AtNCED3 F: CGGTGGTTTACGACAAGAACAA R: CTGCTTCGAGGTTGACTTGTTGAT AtUGT71C5 F: ATCCGGGTCTAGCTTCGG R: ATTCCACGGCCCATTGTT 2. 结果与分析
2.1 AhBG1的氨基酸序列分析
氨基酸序列的多重比对分析表明：AhBG1与拟南芥AtBG1、AtBG2、水稻Os3BG6的同源性分别是8.88%、8.63%和9.77%. TMHMM 2.0分析预测表明：AhBG1的二级结构中含有1个跨膜结构，跨膜螺旋氨基酸结构位于7~24氨基酸位点(图 1A). 使用SignalP 4.1 server在线分析发现其第1~第28氨基酸位点具有信号肽(图 1B).
2.2 AhBG1转基因拟南芥筛选和AhBG1蛋白定位
利用花椰菜花叶病毒(CaMV)35S启动子与AhBG1基因及绿色荧光蛋白基因eGFP融合，将P35S ∶ ∶ AhBG1 - eGFP在拟南芥原生质体细胞中瞬时表达，使用激光共聚焦荧光显微镜观察，发现AhBG1基因编码的蛋白定位于细胞质(图 2A). 通过农杆菌EHA105将AhBG1基因的过表达载体p35S ∶ ∶ AhBG1 - eGFP异源转化到拟南芥中，筛选获得3个AhBG1超表达拟南芥株系(图 2B)，根据AhBG1基因表达从高到低命名为AhBG1-OX-1、AhBG1-OX-2和AhBG1-OX-3. 激光共聚焦显微镜观察AhBG1过表达阳性拟南芥株系根尖有绿色荧光，AhBG1-eGFP融合蛋白在细胞质中出现绿色荧光，确定AhBG1蛋白确实定位于细胞质(图 2C).
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图 2 AhBG1转基因拟南芥的筛选和AhBG1蛋白定位Figure 2. The screening of AhBG1 transgenic Arabidopsis thliana L. and the subcellular localization of AhBG12.3 过表达AhBG1对拟南芥植株体内ABA质量分数和ABA敏感性的影响
ABA是响应干旱胁迫的重要应激激素. 对AhBG1-OX-1、AhBG1-OX-2、AhBG1-OX-3和Col-0野生型拟南芥植株脱水处理2 h，检测叶片中ABA质量分数的变化. 在正常生长条件下，AhBG1-OX-1株系拟南芥体内的ABA质量分数高于野生型，脱水处理2 h后，各株系拟南芥的ABA质量分数都显著增加，其中过表达拟南芥中ABA质量分数的升高显著高于野生型，特别是AhBG1-OX-1株系拟南芥的ABA质量分数最高(图 3). 说明AhBG1的过表达可能促进了转基因植株叶片内ABA-GE生成ABA，有利于适应干旱胁迫.
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图 3 脱水处理下AhBG1转基因拟南芥和野生型叶片ABA质量分数的变化Figure 3. The ABA content in the leaves of the transgenic AhBG1 lines and the Col-0 lines under drought stress将Col-0野生型和AhBG1-OX-1株系拟南芥种子分别铺板于含有0.1、0.5、2.0 μmol/L ABA的1/2 MS培养基，层积处理后统计萌发率. 在0.1、0.5、2.0 μmol/L ABA处理下AhBG1-OX-1株系拟南芥种子萌发率均低于Col-0野生型(图 4A). 种子正常萌发后，将AhBG1-OX-1株系和Col-0野生型拟南芥植株移入含有不同浓度ABA的平板上生长8 d，观察子叶生长状况. 结果表明：在0.5 μmol/L ABA的生长条件下，AhBG1-OX-1株系拟南芥的子叶变绿率低于Col-0野生型(图 4B、C). 以上ABA处理后的实验结果说明，在拟南芥中异源过表达AhBG1基因提高转基因植株内源ABA质量分数和对外源ABA的敏感性.
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图 4 AhBG1-OX-1株系拟南芥对外源ABA的敏感性分析注：曲线图中的*或柱状图中的不同小写字母代表差异具有统计学意义(P < 0.05)，下图同.Figure 4. The ABA sensitivity of the transgenic AhBG1-OX-1 lines2.4 过表达AhBG1对拟南芥耐旱性的影响
ABA是植物响应干旱的关键激素之一，因此本研究对3周龄的AhBG1-OX-1、AhBG1-OX-2、AhBG1-OX-3株系和Col-0野生型拟南芥植株停止供水21 d，再继续复水7 d. 结果发现：AhBG1-OX-1、AhBG1-OX-2和AhBG1-OX-3株系拟南芥的存活率均高于Col-0野生型，其中AhBG1-OX-1株系拟南芥存活率最高(图 5A、B). 在脱水处理30~300 min期间，AhBG1-OX-1株系拟南芥叶片失水率持续显著低于Col-0野生型(图 5C)，表明AhBG1转基因拟南芥植株的耐旱性增强.
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图 5 AhBG1转基因拟南芥的抗旱性分析Figure 5. The drought tolerance of the transgenic AhBG1 lines under drought stress2.5 脱水处理对过表达AhBG1拟南芥体内ABA稳态相关基因表达的影响
检测干旱情况下过表达AhBG1拟南芥中ABA稳态相关基因表达变化. 正常情况下，在AhBG1-OX-1株系拟南芥中，AtRD29A表达高于Col-0野生型(表达量增加5.2倍，图 6C)，而AtAREB1、AtNCED3、AtCYP707A1、AtUGT71C5基因的表达与野生型拟南芥无显著变化. 脱水2 h后，在AhBG1-OX-1株系和Col-0野生型中AtNCED3、AtCYP707A1、AtAREB1和AtRD29A等基因的表达皆上调，AtUGT71C5基因的表达下调(图 6). 其中，在AhBG1-OX-1株系中AtNCED3、AtAREB1和AtRD29A基因表达增幅显著高于Col-0野生型，而AtCYP707A1表达增幅显著低于Col-0野生型. 结果也与脱水处理下 AhBG1-OX株系和Col-0野生型叶片ABA质量分数的变化结果相吻合.
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图 6 脱水处理下AhBG1-OX-1株系和Col-0野生型叶片ABA稳态相关基因的表达变化Figure 6. The expression of genes related to ABA homeostasis of leaves in the transgenic AhBG1-OX-1 lines and the Col-0 lines under dehydration stress3. 讨论
ABA稳态是指植物自我调节并保持其内部游离型ABA含量相对稳定的一种状态，受到植物体内ABA生物合成、氧化代谢、可逆糖基化、转运等调控[12]. 外界环境胁迫下，植物通过调节ABA水平的动态变化，以调控植物水分平衡、影响体内渗透调节、提高细胞耐受性来提高植物的抗旱能力. HAN等[5]指出, 植物在干旱胁迫下，体内ABA含量的增加首先来自于ABA-GE的水解. 这引起研究人员对植物体内ABA特异性β-葡萄糖苷酶功能的研究.
我们从花生的数据库中筛选并克隆的AhBG1，与拟南芥的AtBG1与AtBG2氨基酸序列同源性较低，具有信号肽和跨膜区域. AtBG1和AtBG2分别定位于内质网[4]和液泡[13]. 本研究发现AhBG1定位在细胞质(图 2)，推测其作用可能不同于AtBG1和AtBG2，有待进一步研究. 另外，组织特异性检测表明花生根、茎和叶片中AhBG1均有表达，其中在叶片中表达水平最高，与拟南芥BGLU18在叶中高水平表达一致[14]，经干旱处理时，花生中AhBG1表达增加(未发表)，表明AhBG1在花生叶片响应干旱过程可能发挥重要作用.
β-葡萄糖苷酶提高植株体内ABA水平从而促进植株的抗旱性[4-5, 7-8]. 过表达AtBG1拟南芥在正常条件下的叶片和根部ABA水平略增加，在脱水条件下ABA含量增加了20倍，从而表现出对干旱的耐受性[4]，水稻Os3BGlu6的过表达提高了水稻的耐旱性[7]. 而T-DNA插入突变体Atbg1表现为对干旱敏感. bglu10突变体拟南芥在干旱处理下叶片失水率较高，ABA含量和β-葡萄糖苷酶活性较低，最终导致耐旱性降低[19]. 过表达AhBG1拟南芥在干旱条件下体内的ABA水平显著高于野生型(图 3)，使其提高了ABA的敏感性和抗旱性.
9-顺式-环氧类胡萝卜素双加氧酶(NCED)是ABA生物合成的关键酶[15-16]，除ABA生物合成外，分解代谢是控制细胞ABA水平的主要过程. 细胞色素P450家族的4个成员CYP707A1至CYP707A4进行羟化反应，生成不稳定的8′-羟基ABA[17]. ABA通过ABA UDP-葡萄糖基转移酶(UGT)与葡萄糖结合，生成无生理活性的ABA-GE[2]. AtABRE1是ABRE依赖性的ABA信号激活因子，是ABA信号通路过程的关键正调控因子，可增强拟南芥干旱耐受性[18]. 脱水2 h后，在AhBG1-OX株系中AtNCED3、AtAREB1和AtRD29A基因表达增幅显著高于Col-0野生型，而AtUGT71C5、AtCYP707A1表达增幅显著低于Col-0野生型(图 6). 表明同等条件的脱水处理，更能诱导AhBG1-OX-1株系ABA生物合成途径和信号转导途径相关基因的表达上调，促进ABA糖基化途径基因和分解代谢途径基因下调，同时控制氧化代谢途径基因上调程度，从而有利于促进植物体内ABA积累，提升过表达植株的抗干旱能力. 因此，AhBG1蛋白定位于细胞质，可能通过催化ABA-GE形成ABA，从而提高植物体内的ABA含量，并影响ABA生物合成、分解代谢及信号通路等相关稳态基因的表达提高植物体的耐旱性.
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图 1 虾鳃组织中LvCTL1表达水平的检测
注：以LvEF-1α为内参; 0 h的表达量设为1;显著性差异用短线上标记表示，*代表P < 0.05，* *代表P < 0.01，a与b表示差异有统计学意义，P < 0.01.
Figure 1. The detection of the expression levels of LvCTL1 in gill of prawn
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图 2 经dsLvCTL1处理并感染WSSV的虾体内病毒感染水平检测
注：VP28表达水平的检测以LvEF-1α为内参; PBS+WSSV组在24 h的VP28表达量设为1;*表示差异具有统计学意义(P < 0.05).
Figure 2. The detection of the virus infection level in the prawn silenced by dsLvCTL1 after WSSV challenge
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图 3 感染WSSV对虾胃上皮细胞的组织病理分析
注：箭头指示含病毒包涵体的受感染细胞.
Figure 3. The histological pathology in stomach epithelium of the L.vannamei challenged by WSSV
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图 4 LvNF-κB对LvCTL1表达水平的影响
注：以LvEF-1α为内参; 0 h (未经任何处理样本)表达水平设为1;*表示差异具有统计学意义(*P < 0.05; * *P < 0.01).
Figure 4. The effect of LvNF-κB on the expression of LvCTL1
表 1 所用引物序列
Table 1 The primer sequences
用途 引物 序列(5′ to 3′) dsRNA的合成 LvCTL1-F(T7) TAATACGACTCACTATAGGATGAAGTTCCTAGCGCCG LvCTL1-R(T7) TAATACGACTCACTATAGGTCAATATTTCTTGAGGCAAATG LvCTL1-F ATGAAGTTCCTAGCGCCG LvCTL1-R TCAATATTTCTTGAGGCAAATG EGFP-F(T7) TAATACGACTCACTATAGGTGCTTCAGCCGCTACCC EGFP-R(T7) TAATACGACTCACTATAGGCGCTTCTCGTTGGGGTC EGFP-F TGCTTCAGCCGCTACCC EGFP-R CGCTTCTCGTTGGGGTC RT-PCR实验 LvCTL1-F GGACGCTTATGTCACCTGC LvCTL1-R TGTGTGACATCCTTGCTCTTG LvEF-1α-F GTATTGGAACAGTGCCCGTG LvEF-1α-R ACCAGGGACAGCCTCAGTAAG VP28-F AACACCTCCTCCTTCACCC VP28-R GGTCTCAGTGCCAGAGTAGGT WSSV32678-F TGTTTTCTGTATGTAATGCGTGTAGGT WSSV32753-R CCCACTCCATGGCCTTCA TaqMan probe-WSSV32706 CAAGTACCCAGGCCCAGTGTCATACGTT 
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